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Tecnologías disponibles para la extracción, concentración y/o fraccionamiento del conjunto de fitoquímicos que componen el grupo de compuestos menores en el aceite de palma

Foto: Alexis Gonzalez Diaz

Por:

Alexis Gonzalez Diaz,
Jesús Alberto García Núñez,

Programa de Procesamiento, Área de Calidad y Usos de Cenipalma.


A continuación, la séptima de un total de siete notas técnicas que estuvieron siendo publicadas semanalmente en El Palmicultor, y que tienen como objetivo destacar las características y las propiedades funcionales del grupo de fitoquímicos de mayor preponderancia en el aceite de palma.

En esta oportunidad, se hará un recorrido breve por las técnicas y tecnologías empleadas de manera recurrente para la obtención de extractos ricos en fitoquímicos de palma, o de extractos ricos en fracciones aisladas de compuestos específicos a partir de este mismo tipo de aceite.

Extracción, concentración y/o fraccionamiento del conjunto de fitoquímicos que componen el grupo de compuestos menores en el aceite de palma

En conjunto, la vitamina E (α‒, β‒, δ‒ y γ‒tocoferol + α‒, β‒, δ‒ y γ‒tocotrienol), los carotenoides (fitoeno, fitoflueno, cis‒β‒caroteno, β‒caroteno, α‒caroteno, cis‒α‒caroteno, ζ‒caroteno, γ‒caroteno, δ‒caroteno, neurosporeno, β‒zeacaroteno y licopeno), los fitoesteroles (colesterol, brassicasterol, estigmasterol, β‒sitosterol, δ‒5‒avenasterol, δ‒7‒estigmastenol y δ‒7‒avenasterol), el escualeno, el contenido total de compuestos fenólicos, los alcoholes alifáticos, los fosfolípidos, los alcoholes isoprenoides, los metil esteroles, las ubiquinonas y ciertos hidrocarburos alifáticos, constituyen el grupo de compuestos menores en el aceite de palma crudo, representando aproximadamente un 1% de su peso.

La Figura 1 muestra algunas de las propiedades benéficas para la salud, del conjunto de fitoquímicos de mayor relevancia en el aceite de palma, tomado de diferentes estudios. Tales propiedades, hacen del aceite de palma un producto versátil con cualidades biológicas interesantes y lo potencializan como uno de los aceites con más abundancia en fitoquímicos cuando es comparado con otros aceites de fuentes vegetales obtenidos tanto de semillas oleaginosas (p.ej. girasol, soja y colza), como de frutos oleaginosos (p.ej. fruto de palma, aceituna, nuez, almendra y pistacho).

Figura 1. Fitoquímicos de palma: compuestos biológicamente activos, de origen natural, con potenciales aplicaciones farmacéuticas, nutraceúticas y cosméticas. Tomado de: Goon et al., (2017); Dutta & Dutta, (2003); Musa et al., (2017); Peh et al., (2016); Meyers et al., (2013); Asemi et al., (2016); Alizadeh et al., (2014); Bail et al., (2016); Bennett et al., (2012); Mondul et al., (2013); Dal Prá et al., (2017).

Para la segregación de fitoquímicos de valor biológico a partir de diferentes materiales naturales, incluyéndose, pero no limitándose,  al aceite de palma y a otros aceites vegetales (p.ej., oliva, soja, girasol, entre otros), y a semillas oleaginosas, diferentes tecnologías han sido desarrolladas y aplicadas para la obtención de productos con altos niveles de pureza y buenos rendimientos en cuanto al contenido de tocoferoles, tocotrienoles, carotenoides, metil esteroles, isoprenoides (escualeno), ubiquinonas (Coenzima Q10), fitoesteroles, fenoles, polifenoles y otros antioxidantes. A continuación, se realiza un breve recorrido abordando algunas de estas tecnologías.

Para la extracción, separación o para la refinación de los fitoquímicos que se encuentran en el APC, diferentes mecanismos han sido desarrollados. Estos incluyen procedimientos como: destilación molecular con esterificación o transesterificación previa del aceite (May et al., 2007), extracción con fluidos supercríticos (Brunner et al., 2017), y cristalización y destilación molecular (Pathak et al., 2018). La extracción del conjunto de las especies de carotenoides en el APC, al igual que la obtención de fracciones ricas en tocoferoles y tocotrienoles, es llevada a cabo frecuentemente mediante la aplicación de estas tecnologías.

La obtención de un producto rico en α‒tocotrienol a partir de APC, libre de las isoformas β‒, δ‒ y γ‒ de tocotrienol y de las isoformas α‒, β‒, δ‒ y γ‒ de tocoferol, y de carotenoides, fue posible por la implementación de extracción en fase sólida y posterior fraccionamiento en lecho móvil en fase polar, en el trabajo por Oroskar et al., (2015). Choo Yuen et al., 2005), lograron la separación de escualeno, tocoferoles, tocotrienoles y escualeno por medio de un proceso multietapa que comprendía la transesterificación, destilación al vacío, saponificación, cristalización y remoción de solventes orgánicos remanentes a partir de APC. Mientras que (Soontornchatchawate et al., 2021), lograron la producción a escala piloto de vitamina E a partir de aceite de palma crudo.

Por otro lado, la obtención de fracciones ricas en carotenoides y compuestos fenólcios, a partir de aceite de palma crudo y de otros materiales de origen natural, ha sido posible gracias a la implementación de tecnologías como:

  1. Extracción acelerada con disolventes (Zaghdoudi et al., 2015)
  2. Extracción asistida con campo eléctrico pulsado y campo eléctrico moderado (Jaeschke et al., 2016).
  3. Extracción asistida con complejos enzimáticos (Sowbhagya & Chitra, 2010).
  4. Extracción asistida por microondas (Hiranvarachat & Devahastin, 2014); y por ultrasonido(Tsiaka et al., 2015).
  5. Extracción con disolventes verdes (Yara-Varón et al., 2016).
  6. Extracción con líquidos a presión (Kwang et al., 2010).
  7. Extracción con Soxhlet (Cardenas-Toro et al., 2015).
  8. Extracción líquida a presión atmosférica con maceración (Mezzomo et al., 2011).
  9. Extracción por implementando dióxido de carbono en estado supercrítico (Zaghdoudi et al., 2016).

De otro lado, otros autores resaltan las bondades de tecnologías como:

  1. Extracción acelerada con disolventes (Gomes et al., 2017).
  2. Extracción asistida con complejos enzimáticos (Schroyen et al., 2015).
  3. Extracción asistida con ultrasonidos (Altemimi et al., 2016 y microondas (Setyaningsih et al., 2015).
  4. Extracción con fluidos supercríticos (Rodríguez-Solana et al., 2015).
  5. Extracción con líquidos a presión (Tripodo et al., 2018).
  6. Extracción sólido-líquido (Moreira et al., 2020).
  7. Micro, nano y ultrafiltración (Conidi et al., 2017).

Por otra parte, el conjunto de fitoesteroles y el escualeno han sido extraídos de diferentes fuentes naturales (p.ej., aceites, semillas oelaginosas) implementando dióxido de carbono en estado supercrítico (Dąbrowski et al., 2019). Siendo los ácidos grasos destilados de palma y de oliva, materiales prometedores como fuentes potenciales para la extracción de ambas sustancias (Bouriakova et al., 2020; Tarhan & Kara, 2019).

Además de esto, dentro de las técnicas más utilizadas para la cuantificación de los compuestos mencionados anteriormente se destacan la cromatografía líquida de alta resolución (HPLC – High-Performance Liquid Chromatography, por sus siglas en inglés) acoplada a detectores de arreglo de diodos (DAD) y de fluorescencia (DFL), cromatografía de gases con detector de ionización de llama (FID, por sus siglas en inglés) y cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas (Lozano-Grande et al., 2018) (Tabla 1).

Por último, la Tabla 1 aborda varios de los últimos avances para la extracción del principal grupo de fitoquímicos en el aceite de palma, junto con algunas perspectivas terapéuticas y ciertas maneras de conservarlos, como la encapsulación y la vehiculización en diferentes materiales y algunas de las maneras en cómo pueden dispensarse para futuros tratamientos.

Tabla 1. Una descripción general del grupo principal de fitoquímicos que se encuentran en el aceite de palma, algunos métodos de extracción e identificación, el potencial para su uso terapéutico, cómo podrían ser administrados y sus perspectivas futuras.

Escala de nivel de preparación tecnológica (TRL) para las tecnologías de extracción de fitoquímicos a partir de fuentes naturales

Todas las tecnologías empeladas para la extracción, concentración y el fraccionamiento de fitoquímicos a partir de fuentes naturales, se consideran potencialmente aprovechables por sus excepcionales características, robustez, selectividad y especificidad. Sin embargo, algunas de ellas como la extracción asistida con ultrasonidos y microondas, la extracción con líquidos a presión y la extracción sólido-líquido, ya cuentan con valores entre 6 a 9 en la escala de nivel de preparación tecnológica (TRL, por sus siglas en inglés – Technology Readiness Level (TRL) Scale) (Tabla 2) (More et al., 2022). Por otra parte, otras tecnologías como la de extracción asistida con campo eléctrico pulsado y campo eléctrico moderado, la extracción asistida con complejos enzimáticos y la extracción con disolventes eutécticos profundos (DEP) y sus contrapartes naturales (NADES), se encuentran todavía en fase de laboratorio o piloto, con un nivel de preparación tecnológica bajo‒moderado (TRL 3 a 7) (Binnemans & Jones, 2023).

Tabla 2. Escala de nivel de preparación tecnológica (TRL).

Por otra parte, otras tecnologías destinadas a la extracción de fitoquímicos a partir de materiales vegetales, como la extracción con dióxido de carbono en estado supercrítico (fluidos supercríticos), ya cuenta con un nivel de preparación tecnológica alto (TRL 8 a 9) (Ebert & Aganovic, 2022).

Lea más contenidos sobre las propiedades funcionales del grupo de fitoquímicos de mayor preponderancia en el aceite de palma


Referencias

Alizadeh, F., Bolhassani, A., Khavari, A., Bathaie, S. Z., Naji, T., & Bidgoli, S. A. (2014). Retinoids and their biological effects against cancer. International Immunopharmacology, 18(1), 43–49. https://doi.org/10.1016/j.intimp.2013.10.027 

Asemi, Z., Alizadeh, S. A., Ahmad, K., Goli, M., & Esmaillzadeh, A. (2016). Effects of beta-carotene fortified synbiotic food on metabolic control of patients with type 2 diabetes mellitus: A double-blind randomized cross-over controlled clinical trial. Clinical Nutrition, 35(4), 819–825. https://doi.org/10.1016/j.clnu.2015.07.009

Asemi, Z., Alizadeh, S. A., Ahmad, K., Goli, M., & Esmaillzadeh, A. (2016). Effects of beta-carotene fortified synbiotic food on metabolic control of patients with type 2 diabetes mellitus: A double-blind randomized cross-over controlled clinical trial. Clinical Nutrition, 35(4), 819–825. https://doi.org/10.1016/j.clnu.2015.07.009 

Bennett, L. L., Rojas, S., & Seefeldt, T. (2012). Role of Antioxidants in the Prevention of Cancer. Journal of Experimental and Clinical Medicine, 4(4), 215–222. https://doi.org/10.1016/j.jecm.2012.06.001

Binnemans, K., & Jones, P. T. (2023). Ionic Liquids and Deep-Eutectic Solvents in Extractive Metallurgy: Mismatch Between Academic Research and Industrial Applicability. Journal of Sustainable Metallurgy, 9 (2), 423–438. https://doi.org/10.1007/s40831-023-00681-6

Bouriakova, A., Mendes, P. S. F., Elst, K., De Clercq, J., & Thybaut, J. W. (2020). Techno-economic evaluation of squalene recovery from oil deodorizer distillates. Chemical Engineering Research and Design, 154, 122–134. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.cherd.2019.12.003 

Brunner, G., Gast, K., Chuang, M. H., Kumar, S., Chan, P., & Chan, W. P. (2017). Process for the production of highly enriched fractions of natural compounds of palm oil with supercritical and almost critical fluids (Processo para a produção de frações altamente enriquecidas de compostos naturais de oleo de palma com fluidos supercrit (Patent BRPI0706288B1).

Cardenas-Toro, F. P., Alcázar-Alay, S. C., Coutinho, J. P., Godoy, H. T., Forster-Carneiro, T., & Meireles, M. A. A. (2015). Pressurized liquid extraction and low-pressure solvent extraction of carotenoids from pressed palm fiber: Experimental and economical evaluation. Food and Bioproducts Processing, 94, 90–100. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.fbp.2015.01.006
Choo Yuen, M., Lik Nang Lau, H., Ngan, M. A., & Basiron, Y. (2005). Extraction of palm vitamin E, phytosterols and squalene from palm oil (Patent US 2005/0250953 A1).
Conidi, C., Cassano, A., Caiazzo, F., & Drioli, E. (2017). Separation and purification of phenolic compounds from pomegranate juice by ultrafiltration and nanofiltration membranes. Journal of Food Engineering, 195, 1–13. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2016.09.017
Dąbrowski, G., Czaplicki, S., & Konopka, I. (2019). Fractionation of sterols, tocols and squalene in flaxseed oils under the impact of variable conditions of supercritical CO2 extraction. Journal of Food Composition and Analysis, 83, 103261. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.jfca.2019.103261
Dal Prá, V., Lunelli, F. C., Guidetti, R., Martins, R., Wagner, R., Lazzaretti, A. P., Guimarães, D. M., Alexandri, M., Koutinas, A., Mazutti, M. A., & Barcellos, M. (2017). Ultrasonics Sonochemistry Ultrasound-assisted extraction of bioactive compounds from palm pressed fiber with high antioxidant and photoprotective activities. Elsevier, 36, 362–366. https://doi.org/10.1016/j.ultsonch.2016.12.021
Dutta, A., & Dutta, S. K. (2003). Vitamin e and its role in the prevention of atherosclerosis and carcinogenesis: A review. Journal of the American College of Nutrition, 22(4), 258–268. https://doi.org/10.1080/07315724.2003.10719302
Ebert, E., & Aganovic, K. (2022). Current Technology Readiness Levels (TRL) of Nonthermal Technologies and Research Gaps for Improved Process Control and Integration into Existing Production Lines. In A. ­Režek ­Jambrak (Ed.), Nonthermal Processing in Agri-Food-Bio Sciences: Sustainability and Future Goals (pp. 511–540). Springer International Publishing. https://doi.org/10.1007/978-3-030-92415-7_15
Gomes, S. V. F., Portugal, L. A., dos Anjos, J. P., de Jesus, O. N., de Oliveira, E. J., David, J. P., & David, J. M. (2017). Accelerated solvent extraction of phenolic compounds exploiting a Box-Behnken design and quantification of five flavonoids by HPLC-DAD in Passiflora species. Microchemical Journal, 132, 28–35. https://doi.org/10.1016/j.microc.2016.12.021
Goon, J. A., Nor Azman, N. H. E., Abdul Ghani, S. M., Hamid, Z., & Wan Ngah, W. Z. (2017). Comparing palm oil tocotrienol rich fraction with α-tocopherol supplementation on oxidative stress in healthy older adults. Clinical Nutrition ESPEN, 21, 1–12. https://doi.org/10.1016/j.clnesp.2017.07.004
Hiranvarachat, B., & Devahastin, S. (2014). Enhancement of microwave-assisted extraction via intermittent radiation: Extraction of carotenoids from carrot peels. Journal of Food Engineering, 126, 17–26. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2013.10.024
Jaeschke, D. P., Menegol, T., Rech, R., Mercali, G. D., & Marczak, L. D. F. (2016). Carotenoid and lipid extraction from Heterochlorella luteoviridis using moderate electric field and ethanol. Process Biochemistry, 51(10), 1636–1643. https://doi.org/10.1016/j.procbio.2016.07.016
Kwang, H. C., Lee, H. J., Koo, S. Y., Song, D. G., Lee, D. U., & Pan, C. H. (2010). Optimization of pressurized liquid extraction of carotenoids and chlorophylls from chlorella vulgaris. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 58(2), 793–797. https://doi.org/10.1021/jf902628j
Lozano-Grande, M. A., Gorinstein, S., Espitia-Rangel, E., Dávila-Ortiz, G., & Martínez-Ayala, A. L. (2018). Plant Sources, Extraction Methods, and Uses of Squalene. International Journal of Agronomy, 2018, 1–13. https://doi.org/10.1155/2018/1829160
May, C. Y., Nang, H. L. L., Wei, P. C., Ah Ngan, M., & Basiron, Y. (2007). Recovery of phytonutrients from palm oil. (Patent EP 1398311 B1).
Meyers, K. J., Mares, J. A., Igo, R. P., Truitt, B., Liu, Z., Millen, A. E., Klein, M., Johnson, E. J., Engelman, C. D., Karki, C. K., Blodi, B., Gehrs, K., Tinker, L., Wallace, R., Robinson, J., LeBlanc, E. S., Sarto, G., Bernstein, P. S., SanGiovanni, J. P., & Iyengar, S. K. (2013). Genetic evidence for role of carotenoids in age-related macular degeneration in the carotenoids in age-related eye disease study (CAREDS). Investigative Ophthalmology and Visual Science, 55(1), 587–599. https://doi.org/10.1167/iovs.13-13216
Mezzomo, N., Maestri, B., dos Santos, R. L., Maraschin, M., & Ferreira, S. R. S. (2011). Pink shrimp (P. brasiliensis and P. paulensis) residue: Influence of extraction method on carotenoid concentration. Talanta, 85(3), 1383–1391. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.talanta.2011.06.018
Mondul, A. M., Sampson, J. N., Moore, S. C., Weinstein, S. J., Evans, A. M., Karoly, E. D., Virtamo, J., & Albanes, D. (2013). Metabolomic profile of response to supplementation with β-carotene in the alpha-tocopherol, beta-carotene cancer prevention Study. American Journal of Clinical Nutrition, 98(2), 488–493. https://doi.org/10.3945/ajcn.113.062778
More, P. R., Jambrak, A. R., & Arya, S. S. (2022). Green, environment-friendly and sustainable techniques for extraction of food bioactive compounds and waste valorization. Trends in Food Science & Technology, 128, 296–315. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.tifs.2022.08.016
Moreira, B. O., Barbosa Filho, M. R. D., de Carvalho, A. L., da Silva, D. G., Cruz, M. P., Yatsuda, R., & David, J. M. (2020). Application of response surface methodology for optimization of ultrasound-assisted solid-liquid extraction of phenolic compounds from Cenostigma macrophyllum. Journal of Chemometrics, 34(10), 1–12. https://doi.org/10.1002/cem.3290
Musa, I., Khaza’ai, H., Abdul Mutalib, M. S., Yusuf, F., Sanusi, J., & Chang, S. K. (2017). Effects of oil palm tocotrienol rich fraction on the viability and morphology of astrocytes injured with glutamate. Food Bioscience, 20, 168–177. https://doi.org/10.1016/j.fbio.2017.10.005
Oroskar, A. G., Sharma, D., Oroskar, A., & Oroskar, G. (2015). Recovery of highly pure alpha-tocotrienol from crude palm oil extract (Patent US008937191B2).
Pathak, P. V., Charhate, P. S., & Kurkarni, M. G. (2018). Process for the Preparation of Tocols & Squalene. (Patent PCT/IN2017/050557-WO2018/109780 A1).
Peh, H. Y., Tan, W. S. D., Liao, W., & Wong, W. S. F. (2016). Vitamin E therapy beyond cancer: Tocopherol versus tocotrienol. Pharmacology and Therapeutics, 162, 152–169. https://doi.org/10.1016/j.pharmthera.2015.12.003 Associate Editor: Y. Zhang
Rodríguez-Solana, R., Salgado, J. M., Domínguez, J. M., & Cortés-Diéguez, S. (2015). Comparison of soxhlet, accelerated solvent and supercritical fluid extraction techniques for volatile (GC-MS and GC/FID) and phenolic compounds (HPLC-ESI/MS/MS) from lamiaceae species. Phytochemical Analysis, 26(1), 61–71. https://doi.org/10.1002/pca.2537
Schroyen, M., Vervaeren, H., Vandepitte, H., Van Hulle, S. W. H., & Raes, K. (2015). Effect of enzymatic pretreatment of various lignocellulosic substrates on production of phenolic compounds and biomethane potential. Bioresource Technology, 192, 696–702. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.biortech.2015.06.051
Setyaningsih, W., Saputro, I. E., Palma, M., & Barroso, C. G. (2015). Optimisation and validation of the microwave-assisted extraction of phenolic compounds from rice grains. Food Chemistry, 169, 141–149. https://doi.org/https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.07.128
Soontornchatchawate, A., Wattananusorn, S., & Kitchaiya, P. (2021). Bench scale production of vitamin e from crude palm oil. Chemical Engineering Transactions, 87, 637–642. https://doi.org/10.3303/CET2187107
Sowbhagya, H. B., & Chitra, V. N. (2010). Enzyme-assisted extraction of flavorings and colorants from plant materials. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 50(2), 146–161. https://doi.org/10.1080/10408390802248775
Tarhan, İ., & Kara, H. (2019). A new HPLC method for simultaneous analysis of sterols, tocopherols, tocotrienols, and squalene in olive oil deodorizer distillates using a monolithic column with chemometric techniques. Analytical Methods, 11(36), 4681–4692. https://doi.org/10.1039/c9ay01525f
Tripodo, G., Ibáñez, E., Cifuentes, A., Gilbert-López, B., & Fanali, C. (2018). Optimization of pressurized liquid extraction by response surface methodology of Goji berry (Lycium barbarum L.) phenolic bioactive compounds. Electrophoresis, 39(13), 1673–1682. https://doi.org/10.1002/elps.201700448
Tsiaka, T., Zoumpoulakis, P., Sinanoglou, V. J., Makris, C., Heropoulos, G. A., & Calokerinos, A. C. (2015). Response surface methodology toward the optimization of high-energy carotenoid extraction from Aristeus antennatus shrimp. Analytica Chimica Acta, 877, 100–110. https://doi.org/10.1016/j.aca.2015.03.051
Yara-Varón, E., Fabiano-Tixier, A. S., Balcells, M., Canela-Garayoa, R., Bily, A., & Chemat, F. (2016). Is it possible to substitute hexane with green solvents for extraction of carotenoids? A theoretical versus experimental solubility study. RSC Advances, 6(33), 27750–27759. https://doi.org/10.1039/c6ra03016e
Zaghdoudi, K., Framboisier, X., Frochot, C., Vanderesse, R., Barth, D., Kalthoum-Cherif, J., Blanchard, F., & Guiavarc’h, Y. (2016). Response surface methodology applied to Supercritical Fluid Extraction (SFE) of carotenoids from Persimmon (Diospyros kaki L.). Food Chemistry, 208, 209–219. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2016.03.104
Zaghdoudi, K., Pontvianne, S., Framboisier, X., Achard, M., Kudaibergenova, R., Ayadi-Trabelsi, M., Kalthoum-Cherif, J., Vanderesse, R., Frochot, C., & Guiavarc’h, Y. (2015). Accelerated solvent extraction of carotenoids from: Tunisian Kaki (Diospyros kaki L.), peach (Prunus persica L.) and apricot (Prunus armeniaca L.). Food Chemistry, 184, 131–139. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2015.03.072

 

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